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商业兽医实验室的误差可分为分析前、分析中或分析后。分析前错误在人类和兽医实验室中最为常见，通常与样品收集和处理中的疏忽有关。分析误差与仪器或方法的精密度、准确度、灵敏度和特异性有关，分析后误差可能与转录误差或对呈现数据的误解有关。

以下是导致分析前错误实验室结果的血液采集和样本处理的5个最常见原因：

01

非禁食患者

血脂增高可能是潜在病理机制的结果。然而，高脂血症最常见于非禁食患者的餐后变化(图1和2)。血脂血会增加血清和/或血浆的浊度，导致依赖光散射的血液学和生化分析(如总蛋白、血红蛋白及相关指标、折光法测胆红素)受到干扰。

图1禁食狗的脂肪血。样品冷藏过夜，红细胞沉淀，从而突出了血浆的脂质性质(箭头)。

图2血脂血清。如果使用间接电位测定法进行评估，过多的脂质将导致电解质测量中较少的误差。

根据所用的分析方法，过多的脂质也会导致电解质测量误差的减少。许多分析仪使用间接电位测定法来确定血浆或血清中离子的电位。通过间接电位测定法测量的样品在分析前由分析仪稀释。在高脂血症的情况下，加入稀释剂会导致测得的电解质浓度错误降低，因为升高的甘油三酯会导致一种叫做容量置换的现象。很多床旁血气分析仪采用的是直接电位法，不依赖于电解质的稀释测量，所以不会导致电解质浓度的错误降低。然而，避免与脂肪血相关的错误的最简单的方法是要求宠物主人在检查和计划采血前8至12小时禁食患者。

02

体外溶血

溶血(即红细胞溶解导致粉红色到红色的血清(图3)或血浆)分为病理性(即体内)或人工性(即体外)。体外溶血可能与创伤性样本采集、不当样本处理、极端温度和/或延迟治疗有关。体外溶血降低红细胞浓度；但是，在体内没有溶血的情况下，血红蛋白浓度是准确的，因为很多分析仪需要将所有红细胞溶解，然后评估透光率。红细胞浓度的人为降低也可能导致包括计算的红细胞浓度(例如，计算的红细胞比容、平均红细胞血红蛋白浓度)在内的指标结果的改变。

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图3溶血性血清

吸光度分光光度法用于测量许多生化分析物(如胆红素、尿素氮、肌酸激酶、磷、胆固醇)的浓度，并测量穿过感兴趣的目标分析物(即酶反应产物)的光量。然后将测得的波长与感兴趣物质的已知吸收光谱进行比较。游离血红蛋白吸收光线，游离血红蛋白的存在会干扰检测，导致检测结果不准确。此外，体外标记溶血可导致细胞内液中高浓度离子和分子的释放。也可能会遇到ALT、AST、磷和钾(取决于物种)的错误增加。

体外溶血可以通过使用非侵入性静脉穿刺、适当的患者约束和治疗、适当的样本收集(例如大口径针头)和适当的样本处理(例如与抗凝剂轻轻混合并及时分析)来预防。当样品分析延迟时，需要冷藏样品，但不应将样品直接放在冰上，以减少溶血。

03

凝集样本

长期采血、创伤性静脉穿刺和/或全血与抗凝剂混合不充分可能导致样本凝集。具有大凝块的样品有堵塞昂贵设备中的管道、注射器和过滤器的风险，并且不适合样品分析。为了避免代价高昂的错误，建议在使用商用实验室或诊所台式分析仪进行分析之前寻找大的凝块(图4)。

图4 EDTA试管中的血凝块。建议在分析前目视观察大的凝块，但木棒涂抹器(如图所示)是als

与血小板聚集相关的微凝固或血小板聚集(图5)，尤其是在猫中，可导致假性血小板减少症(即假性血小板减少症)。此外，阻抗分析仪根据大小区分红细胞和血小板，这可能会导致将小血小板块(或大血小板)错误分类为红细胞。已经研究了几种防止或破坏血小板聚集的技术(例如涡旋混合和前列腺素添加)来避免这种效应；但是，除了小心收集和处理——，任何方法3354的广泛使用都不是显而易见的，所有报告的血小板减少症都应通过血涂片检查来验证。

图5狗血样本中的大血小板凝块(箭头和插图)

04

样本量不足

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由于抗凝剂稀释过度或样本量不足以满足运行要求，收集少量样本或使用过大的试管可能会导致不良结果。血液采集管应填充到指定的管体积，这通常由一条小的填充线表示(图6)。

图6提交给参考实验室的EDTA试管含有的血液不足以满足所选试管尺寸的要求。可以看到细微的影线(箭头)。

与血液相比，EDTA抗凝剂具有高渗性；但是，如果EDTA管填充正确，张力差不会导致CBC结果出现临床显著变化。当EDTA管未完全充满时，相对于全血过量的EDTA抗凝剂将促进细胞内水向相对高渗的血浆/抗凝剂溶液的渗透运动，以试图平衡张力，导致红细胞的产生和由于旋转的血细胞比容导致的压缩细胞体积的错误减少。当来自EDTA管的血液通过血液分析仪进行CBC时，分析仪将红细胞悬浮在与正常血浆等渗的稀释剂中。在含有过量EDTA的样品中，与收缩的红细胞相比，稀释液是低渗的(非等渗的)；液体冲回细胞并恢复其体积。因此，根据短样本计算的血细胞比容是准确的值。

适当的体积对凝血试验尤其重要。大多数凝血曲线要求全血比例为1:9的抗凝剂：柠檬酸血浆。在分析过程中，通过添加钙来逆转抗凝血作用。在欠充的样本中，柠檬酸盐与全血的比例增加，导致凝血减少，从而导致凝血时间虚假延长。

如果预期样本量较低，应向参考实验室询问所需分析物的最小样本量和推荐的样本处理技术。

05

延迟处理

理想情况下，血液和生化样本应在采集后尽快进行处理和分析。然而，这并不总是可行的，并且由于延迟的处理，可能会出现错误的结果。可能受到影响的血液学数据包括红细胞肿胀导致的平均红细胞体积(MCV)增加，从而导致MCV相关指标的进一步变化(例如，计算红细胞压积的增加和平均细胞血红蛋白浓度的降低)。这些变化通常在采集后的12小时内观察到，并随着时间的推移继续增加。

在室温下采集后4小时、在冰袋中储存后采集后8小时或在39F(4C)下采集后24小时，也可以在血涂片中观察到对应于假毒性变化的形态学变化(图7)。与长期储存相关的嗜中性粒细胞形态学变化的例子包括细胞质嗜碱性增加、细胞质空泡增加和Dhle体的存在。目前的假说将这些变化的形成归因于长期储存增加的细胞渗透性，这导致了以前不可见的结构的染色。这些变化可能被误解为真正的细胞毒性变化，并可能具有临床意义；因此，在解释白细胞图时考虑这种变化是很重要的。

图7提交给实验室进行术前CBC染色的健康狗的血液比较。血液用相同的染色剂染色，但间隔24小时制备。收集后1小时内制备的单层血膜(A)。可见形态正常的节段性中性粒细胞，其特征是染色质浓缩呈深色，核凹陷明确。红细胞形状正常，中心苍白，边缘光滑。冷藏24小时后制备的血液涂片显示老化伪影(B)。中性粒细胞细胞核较少凝聚，呈淡粉色，染色质较光滑(几乎透明)；这可能与毒性变化相混淆。红细胞是圆形的；其中一些不再显示健康狗红细胞典型的中心苍白色。

除了在白细胞中观察到的形态变化之外，在红细胞中也观察到了与储存相关的形态变化。特别是，从长期储存的红细胞表面去除外质寄生虫(例如，猫支原体)是重要的；这可能导致被忽视的寄生虫血症。通过延迟治疗也可以观察到红细胞的增加。为了最大限度地减少与长期保存相关的人为变化的影响，强烈建议在采集后立即制备血涂片以供检验或提交实验室。

对于生化试验，血液应凝集(15-30分钟)并离心，以从血清中分离细胞成分。从细胞成分中分离后，应立即分析血清或冷藏24至48小时。血清的延迟分离和清除必然导致化学成分的代谢，尤其是葡萄糖的减少。由于酶的活性和动力学，血清酶特别容易因延迟治疗(24小时)而导致错误的结果。如果预计会有延迟，安排调整或与参考实验室讨论所需分析物在冷冻血清中是否稳定会有所帮助。

06

结论

识别这些采集和采样错误有助于防止错误的结果，并有助于在这些情况无法避免时解释结果。向参考实验室提交样本时，临床医生应告知已知的收集和处理错误，以帮助确保临床病理学家做出准确的解释。尽管本文未包括通过留置导管采集样本，但如果未按照前述建议进行，可能会导致许多临床上显著的错误，如错误降低HCT和其他液体的稀释值、错误增加给药物质污染的附加值(如葡萄糖、钾)以及过量吸入引起的溶血。

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